为了分离治疗性TCR，必须首先从患者或健康献血者的血液中分离抗原特异性T细胞，并在体外用特异性肽抗原以及细胞因子（如IL-2和IL-15）进行扩增。这一过程需要事先确定可安全靶向于患者的特定肿瘤相关肽靶点。在选择了靶抗原后，可以使用不同的方法来筛选具有所需的高亲和力和肿瘤特异性的TCR。临床前安全性测试对于确保分离的高亲和力TCR的最小靶外效应和交叉反应性也是必要的。病毒载体通常用于对自体患者T细胞进行基因修饰，以表达经验证的治疗性TCR，然后再输回患者体内。
T细胞识别的黑色素瘤抗原1（MART-1）是TCR-T临床试验中第一个靶向的肿瘤相关抗原。在15名患者中过继转移MART-1特异性TCR-T细胞，在输注后至少2个月内，在超过10%的外周血淋巴细胞水平上实现持久存在，并显示出有益的效果，包括肿瘤消退。除了抗肿瘤作用外，一些患者还表现出对正常黑色素细胞的靶向毒性，导致视力或听力问题，但这些问题在很大程度上通过类固醇治疗得以解决。
在这一突破之后，针对多种肿瘤抗原的TCR-T疗法已经开发出来，包括针对MAGE-A3、MAGE-A4、GD2、间皮素、gp100、MART1、AFP、CEA、NY-ESO-1以及源自HPV和EBV的病毒肽的TCR-T疗法。其中，NY-ESO-1已被证明是TCR-T细胞最有希望的靶点之一，在治疗滑膜肉瘤方面取得了成功，客观有效率为67%。
理想的TCR-T靶抗原显示以下特征：（1）诱导免疫反应的能力；（2）与驱动肿瘤表型（如癌基因）相关，以降低抗原丢失和肿瘤免疫逃避的风险；以及（3）在肿瘤干细胞上的表达以促进永久性肿瘤根除。
高分辨率质谱（MS）已被证明是促进从肿瘤细胞直接识别HLA-I结合肽的最强大的高通量方法。在这种方法中，通过免疫沉淀（IP）从肿瘤组织或细胞系中分离HLA-I/肽复合物，然后充分洗涤并应用酸性洗脱缓冲液，从HLA-I分子和用于IP的抗体中分离结合肽抗原。该策略允许每个肿瘤样本识别数千个经验证的肽靶点，并已用于识别胶质母细胞瘤（GB）、黑色素瘤、肾细胞癌（RCC）和结直肠癌（CRC）等的HLA-I配体。
尽管基于MS的技术可用于识别新抗原，但由于其相对较低的丰度以及MS的有限灵敏度，尤其是对于大小有限的肿瘤样本，它们更难识别。然而，新一代测序技术的发展有助于识别和定位这类肿瘤靶点。全外显子组DNA测序，结合计算预测算法，允许识别癌细胞中的特定遗传改变，这些改变可以产生突变肽，并能够呈现在肿瘤HLA-I分子上。
所有体细胞突变基因都可以进行电脑分析，以预测可能与患者个体HLA-I分子结合的潜在高亲和力表位，从而被T细胞识别。随着大型MS洗脱肽数据库的使用，HLA-I肽结合预测算法不断更新和改进，其他预测算法试图考虑与细胞内过程复杂性相关的生物变量。
另一个经常使用的方法是肿瘤RNA测序，它允许选择具有最高转录表达的新抗原。值得注意的是，尽管这些预测方法在识别呈递的和高免疫原性新抗原时通常表现出非常好的准确性，但它们通常预测的新抗原靶点的数量比真实靶点的实际数量高1到2个数量级。
通过trogocytosis发现新抗原是近年来出现的一种新方法。Trogocytosis是细胞结合过程中发生的一种生物学现象，在此过程中，细胞共享并转移膜和膜相关蛋白。Li等人发现T细胞膜蛋白特异性转移到肿瘤靶细胞，这些靶细胞呈递同源HLA-I/肽复合物。利用这些T细胞-靶细胞相互作用，他们通过将表达标记孤儿TCR的T细胞与同源靶细胞共同孵育，创建了新抗原发现系统。通过将荧光标记从T细胞转移到靶细胞，该方法能够分离这些靶细胞并对同源TCR配体进行测序，从而建立新抗原文库。
使用HLA-I多聚体、单细胞TCR测序或抗原阴性的人源化小鼠，肿瘤反应性T细胞和TCR可从自体、异体或异种细胞库中识别鉴定。
利用HLA-I多聚体法，可通过多聚体染色和流式细胞术分选直接分离抗原特异性CD8+T细胞。在分离成对的全长TCR序列之前，对这些多克隆T细胞进行同源肽识别和抗肿瘤功能测试。采用高灵敏度的基于PCR的单细胞TCR分析方法（TCR-SCAN），可以得到具有高亲和力和特异性的TCR。
另外一种方法利用了人源化小鼠TCR基因库，该基因库不会发生在人类中产生的T细胞克隆缺失或耐受。为此，Li等人利用整个人类TCRα/β基因位点和嵌合HLA-A2转基因构建了转基因小鼠，以实现针对人类TAA的人类TCR的分离。
单细胞测序方法代表了高通量分离肿瘤特异性TCR编码基因的更有前景的方法。使用靶向TCRα和TCRβ基因座内每个单独V和J元件的RNA诱饵文库，可以从剪切的基因组DNA（gDNA）片段中选择性分离TCR编码基因组元件，用于随后的配对末端深度测序。这使得从人类材料或TCR人源化小鼠的寡克隆T细胞群中鉴定抗原特异性TCR成为可能。
幼稚T细胞也可以作为TCR-T治疗的TCR来源。TAA和新抗原特异性T细胞可从癌症患者外周血中的低频前体中衍生和扩增，并可重新输注或用作抗原特异性TCR的来源。由于癌症患者通常表现出免疫抑制或显性T细胞耐受，HLA-I匹配的健康供体的原始序列也代表了一个可靠的来源，因为它具有巨大的多样性TCR序列，理论上T细胞具有任何抗原特异性，包括肿瘤新抗原。已经开发了高通量技术平台，用于寻找原始的序列，以便快速有效地识别用于个性化过继性T细胞治疗的罕见但有治疗价值的TCR。
大多数基于TCR的基因治疗方法依赖于用病毒载体对T细胞进行体外转导，最早用于基因治疗的载体是腺病毒。然而，由于它们不能将转基因整合到宿主基因组中，TCR表达在T细胞增殖过程中会丢失。此外，腺病毒的免疫遗传特性也限制了其作为基因治疗载体的应用。相比之下，逆转录病毒作为基因转移载体表现出更大的前景，因为它们可以感染多种细胞，并有能力将转基因插入宿主基因组，从而使异位TCRα/β链稳定表达。
由γ-逆转录病毒如小鼠白血病病毒（MLV）衍生的逆转录病毒载体已被广泛用于基因转移到人类T细胞中。这种方法已被用于传递各种基因，包括自杀基因、TCR和CARs。主要缺点是它们不能转导非增殖性靶细胞，这就排除了静止的T细胞在TCR-T治疗中的应用。此外，逆转录病毒插入突变可能引起潜在的副作用。
最近，慢病毒载体（LV）作为基因转移载体获得了更多的关注，因为它们可以将基因传递到分裂和非分裂细胞中。各种技术，如Golden Gate克隆和LR克隆，通常用于构建插入TCRα/β基因的载体。
腺相关病毒（AAV）是另一种广泛使用的病毒载体。与腺病毒载体相比，AAV具有较低的免疫原性和更广泛的细胞向性，因此在肿瘤基因治疗中得到了广泛的应用。为了促进转基因整合，人们开发了自互补AAV载体（scAAV），使AAV独立于宿主细胞的互补链合成，scAAV在临床前模型中的疗效优于传统AAV。
同时，一些非病毒基因编辑方法也被开发出来。mRNA电穿孔已被证明可实现短暂的TCR和CAR表达，从而将病毒成分持续存在的风险降至最低。临床数据表明，mRNA修饰的TCR-T和CAR T细胞都是可行和安全的，没有明显的证据表明对正常组织有非靶向毒性。然而，缺乏持续的TCR表达可能会限制疗效，需要反复输注。此外，非病毒性睡美人反转录转座子系统也被用于TCR和CARs的转导。
基因编辑通过同源定向修复（HDR）可以将大基因片段特异、高效地插入靶细胞。使用CRISPR/CAS9开发的TCR-T细胞已被证明在体外特异性识别肿瘤抗原，并在体内诱导产生性抗肿瘤反应。
在TCR克隆后，需要进行广泛的临床前验证，以证明工程化TCR-T细胞的特异性和安全性。验证包括通过滴定同源肽抗原来评估TCR的亲和力，以及测量一组对HLA-I匹配的肿瘤细胞系的杀伤作用。如果没有这样的肿瘤细胞系存在，靶细胞可以转导表达相关抗原和相关的HLA-I分子。新抗原也可以在自体抗原呈递细胞中表达，以评估TCR的抗原反应性。
安全性测试包括测试候选TCR-T对HLA-I匹配原发组织的识别能力，以确保没有正常组织作为靶点，产生可能导致的非靶向毒性。在至少两次TCR-T细胞治疗临床试验中，发生过对正常脑细胞和心脏细胞的交叉反应，从而导致患者死亡。这些试验结果强调了TCR进入临床试验前进行广泛安全性试验的重要性。
参考文献：
1.Evolution of CD8+ T Cell Receptor(TCR) Engineered Therapies for the Treatment of Cancer. Cells. 2021 Sep;10(9): 2379.